Servicios / Hospitales
Servicios del Departamento de Patología

Recepción de Muestras:
PRIMER EDIFICIO PLANTA ALTA

Tel. 5622-5888 ext. 111
Fax. 5616-6795

Horario de Atención:
Lunes a Viernes de 9:00 A 18:00 Horas
Sábados y Días Festivos de 10:00 A 14:00 Horas

 

Av. Universidad 3000, Circuito Exterior,
Ciudad Universitaria, Coyoacán, 04510
México, D.F.

 

Página de Internet: www.fmvz.unam.mx

Correo Electrónico: dxpatvet@unam.mx

 

Responsables de Diagnóstico

 

Patología Clínica

Patología

Dra.  Rosa Ma. García Escamilla

Dr. Jaime Campuzano Granados

MVZ M en MMVZ Marina Guadarrama

MVZ MC Mireya Juárez R.

MVZ MC Araceli Lima Melo

MVZ MC Espme Adriana Méndez Bernal

MVZ MC Karla Mollinedo Beltrán

Dr. Danilo Méndez Medina

MVZ M en MMVZ Miguel Pérez E.

MVZ Esp Luis I. Montesinos Ramírez

Dr. Luis Núñez Ochoa

Dra. Elizabeth Morales Salinas

MVZ MC Guadalupe Ramírez Díaz

MVZ Mc José Ramírez Lezama

MVZ Esp Liliana Rivera Ramírez

MVZ Mc Alonso Reyes Matute

M en MVZ Daniel Torres Alarcón

Dra. Laura P. Romero Romero

 

MVZ MC Gerardo Salas Garrido

 

MVZ MSC German Valero E.

 

MVZ MC Itzel Yáñez Muñoz

 

Recomendaciones para toma y envío de muestras

La confiabilidad en la precisión y emisión de resultados, depende en gran medida de que el material que reciban en el laboratorio para ser procesado, se encuentre en las mejores condiciones. Por este motivo, es muy importante que los médicos que realizan la toma de las muestras conozcan los aspectos más importantes de una buena toma y envío de las mismas.

 

Hematología
MVZ  MC Araceli Lima Melo

Hemograma: Colectar de 1 a 3 mL de sangre periférica en tubos al vacío que contengan EDTA, los cuáles presentan tapón color lavanda, una vez extraída la muestra se deposita con suavidad en los tubos y es necesario homogeneizar suavemente para permitir la mezcla de la sangre con el anticoagulante. Se debe dejar a temperatura ambiente  por 10 minutos y posteriormente refrigerar. Es fundamental respetar la relación anticoagulante sangre. Para el caso de perros cachorros o gatos, se recomienda el uso de microtainers. Una vez tomada y refrigerada la muestra lo ideal es analizarla lo más pronto posible, sin embargo, tiene un límite máximo de 24 horas para ser evaluada, después de transcurrido ese tiempo los resultados no son confiables.

Pruebas de coagulación: La muestra se obtiene de sangre periférica (procurando que el muestreo sea lo más limpio posible) del animal problema (enfermo) y de un animal control (sano); se deposita con suavidad en tubos al vacío con Citrato de Na al 3.8%, tomando en cuenta que se debe respetar la relación sangre:anticoagulante 9:1 (es decir, la proporción de 9 partes de sangre por 1 de anticoagulante) y homogeneizar con suavidad. Se debe de procesar dentro de la primera hora de tomada la muestra, en caso de no ser así, centrifugarla de 2,500 a 3500 rpm durante 10 minutos, separar el plasma, depositarlo en viales de plástico y mantenerlo en congelación, de ésta manera la muestra podrá trabajarse en un tiempo de 4 a 12 horas.

Médula ósea: Una vez colectada la muestra es necesario utilizar EDTA para conservarla y posteriormente  realizar los frotis de las espículas medulares, para lo cual se recomienda la técnica de “squash”. Para ello la muestra se coloca en un portaobjetos y se forma una especie de cruz con ayuda de otro, el cual se desliza hacia abajo, de esta manera nos ayudará a que la muestra se distribuya adecuadamente para su evaluación. Es conveniente realizar al menos 5 frotis y deberán ser fijados al aire. De igual forma se puede enviar el material colectado en el tubo de EDTA.

Pruebas pretransfusionales (Pruebas cruzadas): Deben tomarse las mismas consideraciones mencionadas para el hemograma.

 

Bioquímica clínica
QBP Arlette Castillo Mata

Se debe colectar sangre en tubos sin anticoagulante (tapón rojo), en cantidad mayor a 3 mL. Estas muestras deben conservarse en refrigeración después de 15 a 20 min de haberse tomado, para permitir que se forme el coágulo y que la muestra se atempere y evitar choque térmico que ocasione hemólisis de la muestra.
Deben remitirse para su análisis preferentemente antes de 2 horas, tomando en cuenta que las muestras que llevan mayor tiempo de almacenamiento tendrán un consumo in vitro constante y progresivode glucosa y bicarbonato.

Si la muestra tardara más de 6 a 12 horas para su análisis, se recomienda separar el suero. Para esto debe esperar la retracción del coágulo, lo cual tarda de 30 a 45 min en perros y 20 a 30 min en caballos. Posteriormente, se debe centrifugar la muestra a 2500-3500 rpm durante 10 minutos y separar el suero con una pipeta o jeringa depositándolo en un tubo sin anticoagulante, el cual se puede conservar en refrigeración o congelación. La cantidad de suero requerida es de 1 mL. En bovinos el tiempo de retracción del coágulo es mucho mayor, por lo que se recomienda que se envíen las muestras colectadas en tubos con heparina (tapón verde) para el análisis del plasma.

Para la determinación de amoniaco se debe colectar de 1 a 2 mL de sangre periférica en tubos al vacío que contengan EDTA (tapón lavanda); la cantidad de muestra debe ocupar mas de las tres cuartas partes del volumen del tubo para evitar interferencia con el anticoagulante, homogenizar las muestras y conservarla en baño de agua fría a +4°C y remitirla al laboratorio en un intervalo no mayor de 45 min.

Debe considerarse que la presencia de hemólisis, lipemia o ictericia en el suero, ocasiona interferencia en la medición de varios de estos analitos y por lo tanto valores alterados, por lo que se recomienda evitar en lo posible dichos artefactos.

 

Urianálisis
MVZ  MC Guadalupe Ramírez

Debe colectarse la primer orina del día para tener una referencia adecuada en cuanto a densidad urinaria y otros elementos del urianálisis. La muestra debe colocarse en envases estériles (jeringa o tubo sin anticoagulante) o en frascos perfectamente limpios; debe estar protegida de la luz solar para evitar alteración en la determinación de bilirrubinas. Debe ser conservada y transportada en refrigeración y el análisis se debe realizar dentro de las primeras cuatro horas para evitar alteraciones. Si la muestra no se puede enviar al laboratorio antes de 24 h, es ideal dividir la muestra y colocarle una gota de formol al 10% por 10mL de orina en una de las muestras y la otra mantenerla en congelación.

Es pertinente indicar si se sospecha de alguna enfermedad zoonotica al momento de registrar la muestra.

 

Serología - ELISA
QBP Arlette Castillo Mata

En caso de Leucemia viral felina, Inmunodeficiencia viral felina, Distemper, infecciones por Anaplasma, Dirofilaria, Ehrlichia y Borrelia, debe tomarse mínimo 2 mL de sangre en un tubo con EDTA o sin anticoagulante, ya que para dichas pruebas puede utilizarse plasma o suero. Estas deben conservarse en refrigeración y analizarse antes de 24-48 horas. En caso de que la muestra tarde más tiempo en llegar al laboratorio puede separarse el suero o plasma (como se describe en la sección de bioquímica) y conservarse en refrigeración o congelación por periodos más largos.

Para la prueba de parvovirus canino, se requieren 2-4 g de heces frescas (del mismo día) en un tubo o recipiente limpio y conservadas en refrigeración.

 

Diagnóstico citológico
MVZ MC Itzel Yáñez Muñóz

Liquido abdominal, torácico, cefalorraquídeo, quístico y orina
Los líquidos corporales deben ser colectados en recipiente (tubos, jeringas o frascos) químicamente limpios y se deben mantener en refrigeración.

Es necesario que sean remitidos al laboratorio en un tiempo no mayor a 3 horas posteriores a la toma de muestra. Ésta recomendación se fundamenta en las alteraciones celulares y físico-químicas que los líquidos pueden presentar por la mala conservación.

La cantidad de muestra de líquidos corporales varía dependiendo de la especie y raza del animal, y de la cavidad de donde se extraiga. Se sugiere que la muestra, de ser posible, sea mayor a 3 mL. En el caso particular de líquido cefalorraquídeo se recomienda que la muestra sea de por lo menos 1 mL.

En el servicio de diagnóstico del Departamento de Patología se realiza un manejo integral de los líquidos corporales, realizando un examen físico, químico y citológico. Si además se desea realizar estudio bacteriológico, se deben llevar a cabo inmediatamente después de colectada la muestra, para lo cual recomendamos realizar las alícuotas correspondientes y remitir la muestra al laboratorio de Bacteriología de esta Facultad.

Cuando se solicita únicamente la interpretación citológica, la muestra debe mantenerse en refrigeración y remitirse al laboratorio a la mayor brevedad; de no ser posible, puede ser conservada en alcohol etílico al 96% en una relación de 3:1, o en formalina amortiguada al 10 % en una relación 10:1 muestra:conservador. En éstas condiciones, la muestra puede conservar sus características citológicas, siempre y cuando sea procesada en un periodo no mayor de 24 horas. Se debe considerar que con esta fijación no se podrán realizar estudios químicos, físicos ni bacteriológicos.

Frotis de mucosas
Dependiendo de la localización anatómica de donde se va a tomar la muestra, se utilizan hisopos o espátulas. Una vez obtenido el material se desliza sobre el portaobjetos y se fija sumergiéndolo de inmediato en un recipiente con alcohol etílico de 96% durante 15 minutos y/o se fija inmediatamente al aire, agitando enérgicamente la laminilla. Después de este tiempo se retiran las laminillas del alcohol, se dejan secar y se remiten debidamente protegidas e identificadas al laboratorio. Si el recipiente utilizado para la fijación es un frasco pequeño de plástico o vidrio, se debe colocar un clip entre cada laminilla para evitar que se peguen entre sí y se pierda el material.

Aspiración Citológica con Aguja Delgada (ACAD)
Para realizar la punción se necesita una aguja No. 21, jeringa de 10 mL, y de ser posible, un porta-jeringas. Se deben puncionar 2 ó 3 sitios diferentes de la lesión, lo que nos permite obtener material más representativo para diagnóstico. Una vez realizado el aspirado, se deposita una gota del material en el portaobjetos, se extiende de manera uniforme y se fija de inmediato en alcohol etílico de 96%, tal como se describió para los frotis. Si el material aspirado coagula rápidamente en la jeringa, se puede aspirar formalina buferada y al 10% y remitir la jeringa, con el fin de realizar un bloque celular, que podrá ser procesado mediante la técnica de inclusión en parafina.

Raspados
Es importante realizar los siguientes pasos, con el objeto de obtener el material adecuado para diagnóstico: 1) Rasurar si es necesario. 2) Desinfectar el área, de preferencia con alcohol etílico. 3) Raspar con hoja de bisturí el área de lesión y desechar el material de este raspado, de lo contrario sólo se obtendrán restos celulares y material necrótico que no es útil para diagnóstico. 4) Raspar nuevamente. 5) Hacer los frotis, extendiendo el material de la hoja de bisturí en el portaobjetos de manera homogénea. 6) Fijar en alcohol etílico de 96% por 15 minutos y/o se fija inmediatamente al aire, agitando enérgicamente el portaobjetos.

NOTA: Es conveniente dejar siempre 2 laminillas secadas al aire, por si es necesario realizar tinciones especiales.

 

Estudios Post Mortem
MVZ  MC José Ramírez Lezama

Es recomendable que los cadáveres sean remitidos lo antes posible para su estudio post- mortem, de preferencia dentro de las primeras 12 horas posteriores a su muerte. En caso de que no puedan ser remitidos inmediatamente, es importante que sean mantenidos en refrigeración a 4ºC, por un periodo no mayor a 24 horas. Lapsos de tiempo mayores y la falta de refrigeración, permiten el desarrollo de cambios autolíticos y con ello se crean artificios macro y microscópicos que impiden llevar a cabo una apreciación morfológica adecuada, y por ende, un diagnóstico preciso.
Así mismo, se recomienda no congelar el cadáver, ya que al hacerlo, se presentan artificios por congelación en las secciones histológicas, por lo que será difícil establecer un diagnóstico integral.
Para diagnóstico de rabia, se puede enviar el cadáver completo o la cabeza en refrigeración para la extracción del encéfalo. Es importante señalar que NO se debe fijar el encéfalo con formalina cuando se solicita realizar diagnóstico de rabia o moquillo por inmunofluorescencia.

 

Diagnóstico histopatológico
MVZ MenMVZ Alonso Reyes Matute

Con la finalidad de poder ofrecerle un mejor servicio, se recomienda que el envío de tejidos u órganos sea en frascos o contenedores de plástico o vidrio de boca ancha y cierre hermético, que contengan formalina al 10% amortiguada a un pH de 7.4. Es importante que la cantidad de fijador sea al menos 10 veces el volumen de la muestra, con el fin de lograr una fijación adecuada del tejido. En caso de tumores voluminosos u órganos completos, éstos pueden ser remitidos sin fijar, pero deberán conservarse en refrigeración por un periodo no mayor a 6 horas, después de su obtención. Las muestras de tejido óseo deberán también ser fijadas en formalina, sin embargo, el tiempo de entrega de los resultados será más prolongado (dependiendo la dureza y el tamaño de la muestra), en virtud de que este tejido requiere de descalcificación para su procesamiento.

En biopsias de piel, se recomienda que sean adheridas por su cara de la dermis, sin comprimirlas, a un pedazo de cartón, papel o abate-lenguas, de tal forma que se conserve la orientación del nacimiento del pelo para su corte. Si se envían muestras de diferentes áreas o regiones, se debe escribir su identificación en la cara contraria del cartón. La escritura debe ser con lápiz de grafito para que no se borre con el fijador.

En el caso de neoplasias, es recomendable que los bordes quirúrgicos sean marcados, con el fin de evaluar la presencia de células neoplásicas en los bordes del tejido extirpado. Esto se puede realizar impregnando los bordes con tinta china, la cual debe secar antes de sumergir el tejido en formalina, o bien, utilizando puntos de sutura que señalen los diferentes bordes quirúgicos.

Los contenedores deben estar correctamente identificados, sobre todo en el caso de remitir muestras múltiples del mismo o diferente animal, localizadas en diferentes frascos.
Es importante evitar sobrellenar los contenedores con tejidos, ya que no se fijarán de manera adecuada o se deformarán, lo que ocasiona autolisis del tejido y problemas para su valoración, por lo que el diagnóstico histopatológico no será concluyente.

 

Diagnóstico inmunohistoquímico
MVZ  MC Mireya Juárez Ramírez

Para las pruebas de inmunohistoquímica es necesario que el tejido ya haya sido procesado para histopatología, ya que la muestra tisular se obtiene del bloque de parafina. Sin embargo, cuando los tejidos no han sido procesados previamente para examen histopatológico y no se encuentran incluidos en parafina, es necesario fijarlos. Para ello deben sumergirse inmediatamente después de la toma en contenedores de vidrio o plástico con formalina al 10%, amortiguada a un pH de 7.4, a una razón de 1 parte de tejido por 9 partes de formalina.  Se sugiere que la fijación no sobrepase las 48 horas.

 

Microscopía Electrónica
MVZ  MC Adriana Méndez Bernal

En la toma de muestras para estudios ultraestructurales es relevante seleccionar el sitio específico que se desea evaluar, con el fin de lograr la interpretación adecuada y evitar procesar muestras de tejido no deseado. Es responsabilidad de la persona que remite la muestra, la recolección adecuada del tejido que se pretende evaluar, es importante considerar que tejidos con más de 12 h de obtención y sin refrigeración o conservación adecuada, pueden presentar cambios autolíticos. Por ello es necesario concertar una cita con el personal de la unidad de microscopía electrónica, para determinar la metodología más adecuada para la obtención y remisión de muestras, así como para determinar las características del fijador que será empleado. Rutinariamente, se proporcionan de 2 a 5 mL de glutaraldehído al 2.5% libre de exposición a la luz y en refrigeración, para cada muestra o caso que sea remitido a la unidad de microscopía electrónica. Este fijador tiene vida útil limitada por lo que se recomienda usarse a la brevedad posible. Las muestras remitidas deberán ser 4 ó 5 fragmentos de tejido fresco de 1 a 2 mm de tamaño, los cuales se deben depositar inmediatamente en el fijador (glutaraldehído al 2.5%). Una vez recolectadas, se deberán remitir inmediatamente al laboratorio de microscopía electrónica, o bien, mantenerse en refrigeración (4ºC), sin que pasen más de 24 horas para su remisión. Para la obtención de resultados adecuados y fidedignos, es necesario respetar estas indicaciones.

 

IMPORTANTE: Cuando existan dudas en cuanto al manejo y envío de muestras, es conveniente pedir asesoría al personal de este Departamento antes de obtener y remitir las muestras.

 



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